que la muestra que se procesa en el laboratorio llegue en un estado no deteriorado que permita la certera identificación del parásito que afecta al animal (Sloss, 1970; MAFF, 1977; ^ienpont et ál., 1979; Parra y Vizcaíno, 1979):
Idealmente, las heces se deben procesar lo más rápido posible luego de salir del animal. La muestra es mucho más representativa si se asegura la recolección directamente del recto de los animales.
En el caso de animales indómitos o cuando se trabaja con fauna silvestre, la sujeción del animal se dificulta y se requiere trabajar con muestras recolectadas del suelo. Ante estas situaciones se debe asegurar que la muestra se recolecta lo más rápido posible luego de la deposición, ojalá observando al animal a la distancia y luego recolectando la muestra, pues es posible que nematodos de vida libre (no parasitarios) la contaminen, lo que entorpece el diagnóstico.
Las muestras se deben poner en un recipiente hermético o en una bolsa plástica sellada, para evitar que se desequen. La base de la conservación es asegurar que en el recipiente quede la menor cantidad de aire posible. Es necesario no olvidar, identificar adecuadamente la muestra.
Si el proceso de las muestras no se puede realizar inmediatamente, entonces se debe asegurar que las muestras se procesan adecuadamente para evitar su deterioro. Se sugiere utilizar uno de estos dos procesos:
Refrigerar las muestras, lo cual puede asegurar el mantenimiento de estas hasta por cinco días (pero se debe evitar su congelación). Para que este método de conservación tenga éxito se requiere extraer la mayor cantidad de aire posible del recipiente. Este proceso no se recomienda cuando se requiere el examen de larvas vivas mediante la técnica de Baermann.
Fijar la muestra usando formol al 10%, añadiendo fijador a las heces a una proporción de 3:1 (volumen muestra: volumen fijador) y mezclando bien. Si se quiere examinar la muestra para quistes de protozoos es mejor usar formol al 5% en solución salina. Las fijación de muestras en formol permite la conservación prácticamente indefinida y es muy usada en el estudio de parásitos de especies silvestres, pero se debe tener en cuenta que inhabilita procesos que requieren parásitos vivos (Baermann, cultivo larvario).
Si el animal ha sido tratado con antidiarreicos que contienen caolin o bismuto, aceite mineral o material de contraste para radiografía (bario), lo mismo que algunos antibióticos; todos estos materiales flotan y hacen difícil o imposible el hallazgo de parásitos. En estos casos, el examen coprológico se debe repetir cinco o diez días después luego de suspender el tratamiento.
Procesamiento
Los procesos de análisis de muestras se realizan en laboratorios de parasitología veterinaria o en laboratorios clínicos veterinarios, bien de investigación, docencia o servicio. En cada laboratorio es importante verificar los procesos de catálogo y manejo de información, además de tener en cuenta las debidas consideraciones de bioseguridad, entendiendo que algunos de los parásitos de animales domésticos o silvestres pueden tener potencial zoonótico.
Afortunadamente, ese potencial zoonótico difiere según la especie animal que se trabaje y es importante que el laboratorista conozca las peculiaridades del ciclo de vida de los organismos que espera encontrar durante el examen (Soulsby, 1983; Botero y Restrepo, 1999), para así tomar las precauciones necesarias. Se puede afirmar que el riesgo zoonótico es menor cuando se trabaja con muestras fecales de rumiantes y equinos, mientras es alto cuando se trabaja con muestras de canidos y félidos, pero también de la especie porcina.
Primero, examine las heces para examinar la presencia de sangre o cualquier material anormal; luego examine el interior del material para evidenciar la presencia de segmentos de tenias (los que se mueven y se tratan de alejar de la masa fecal) o de parásitos enteros.
Existen diversas técnicas que se han diseñado para aumentar la probabilidad de recobrar las larvas o huevos de parásitos presentes en la muestra. Cada tipo de prueba posee sus méritos y limitaciones y se debe tratar de usar la prueba que sea más apropiada para el tipo de parásito que se quiera encontrar. En esta consideración se debe tener en cuenta la especie animal con la que se trabaja.
Para su adecuada ejecución se debe asegurar seguir paso a paso los procesos descritos para cada una de las técnicas. Algunos estudiantes y profesionales buscan tomar atajos para disminuir la labor y el tiempo requerido en los procesos de laboratorio; esto generalmente lleva a resultados desastrosos, pues los resultados poseen bajo nivel de confiabilidad.
La repetición de un análisis coprológico de un animal o grupo de animales, en particular, se sugiere bajo las siguientes situaciones:
– Los signos clínicos sugieren parasitismo, pero el examen resulta negativo. Repita la prueba en dos o tres días. Repita el examen hasta por tres veces en un periodo de siete a diez días. Si en este caso no se encuentran parásitos, lo más probable es que el animal no esté infectado y que el problema tenga otra causa.
– Cuando la muestra se recolecta muy rápido después de tratamiento parasitológico específico, el tiempo de espera debe ser superior a las dos semanas. El tema de evaluación de la presencia de resistencia a los antihelmínticos se explica en un protocolo específico (Coles, Jackson, Pomroy et ál., 2006).
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